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植物淀粉体是由高度有序的葡萄糖多聚体构成的半晶体质体，植物淀粉贮藏在淀粉体中，谷类作物的胚乳淀粉在淀粉体中加工合成。淀粉根据结构差异，可分为直链淀粉和支链淀粉两种。前者由α-1,4-糖苷键连接而成，为线性多聚糖；后者由α-1,4-糖苷键和α-1,6-糖苷键连接而成，是具有分支的多聚糖，约占淀粉组成的70％～80％ (French，1984)。

支链淀粉的精细结构和含量与作物的品质有关，具相同直链淀粉含量的果实和种子，支链淀粉结构不同，品质也有差异。如缺乏中等长度葡聚糖链分支的支链淀粉的水稻，作为稻米蒸煮品质指标的糊化温度降低(Umemoto等，2002)。而品质是针对果实和种子的用途而定的，如作为食用的稻米，一般要求支链淀粉含量高(籼米 77％～83％，粳米82％～86％)，质地软，食味较好；而制作米粉罐头或耐贮糕点，往往需要直链淀粉含量较高，以利于加工和贮藏。品质育种的目标是通过对淀粉生物合成这一复杂过程的充分了解，实现对淀粉成分及其结构的精细调控，满足工业生产和人民生活的各种不同需求。因此，对植物支链淀粉合成的生化途径及其基因的研究是应用基因操作手段改良品质和提供新型淀粉原料(支链淀粉结构改造)的科学基础。

消费者和加工者最终所关心的是淀粉功能，而淀粉结构决定了淀粉功能，参与支链淀粉生物合成的酶又控制着淀粉最终结构。所以要实现淀粉结构的改造，拓宽淀粉的应用领域，就必须建立起淀粉精细结构与酶学和遗传学的联系。

1 植物支链淀粉的结构

植物支链淀粉是由葡萄糖单元以α-1,4-糖苷键和α-1,6-糖苷键共同连接形成的有序分支的多聚物，处于分支点上的葡萄糖残基占整个支链淀粉的5％左右。支链淀粉中没有分支的葡聚糖链称为 A链，A链以其还原端通过α-1,6-糖苷键连接在B 链上，B链指支链淀粉中具有一个或多个分支的葡聚糖链。因此支链淀粉分子只有一个还原性末端分子，含该末端的链称C链，而侧链上的末端均属非还原性末端。

在淀粉粒中，支链淀粉支链的非还原端与颗粒表面垂直，呈放射状排列，形成晶体层和无定形层交替排列的9 nm的周期性半晶体结构(Calvert ，1997)。晶体层由同一分支簇内相邻的A链或B链间形成双螺旋结构紧密排列而成；无定形层主要包括松散分支点。支链淀粉的A链和B链都有一定的长度范围，依不同植物有所不同。分支点也不是随机的，集中在支链淀粉无定形层和晶体层的高度分支区。分支簇的形成及其规则排列对A链和B链的长度具有严格要求，支链淀粉结构的差异又造成了淀粉粒晶体结构的差异；因此分支簇内精细结构的变化会导致物种间、晶种间和组织间淀粉功能特性的变化，如淀粉粒的膨胀度、晶化程度等。

2 植物支链淀粉生物合成

植物支链淀粉主要由4类酶即ADP-葡萄糖焦磷酸化酶(AGP)、可溶性淀粉合酶(SSS)、淀粉分支酶(SBE)和淀粉脱支酶(SDBE)来催化合成。 AGP负责提供糖链延伸的原料--ADP-葡萄糖，在直链淀粉和支链淀粉合成中均起作用；SSS、 SBE和SDBE则主要参与支链淀粉合成，每一类酶具多种同工型，如马铃薯SSS根据氨基酸序列的差异分4种同工型，分别为SSSⅠ、SSSⅡ、 SSSⅢ和SSSⅣ，任何一类同工型活性的丧失都会引起支链淀粉结构的改变。

现今，已从多种植物(玉米、水稻、马铃薯、木薯、豌豆等)克降到与支链淀粉合成相关的酶基因，这些酶均由核基因组DNA编码(Guan 等，1994；Mizuno等，1993；Larsson等，1998； Salehuzzaman等，1992；Bhattacharyya等，1990)。从80年代中期开始，AGP和SBE基因相继被克隆，90年代初首次在豌豆和水稻中克隆到SSS基因。最近玉米和水稻的SDBE基因也被克隆。支链淀粉合成中的两类反应是多重簇结构形成的基础，即分别由SBE催化的α-1,6-分支的形成和SSS 催化的后续α-1,4-链的延伸。同时SDBE的作用也很重要，SDBE包括异淀粉酶和极限糊精酶(R 酶)，它可去除多余的高度分支区以外的不正确位置上形成的α-1,6-糖苷键。目前SBE、SSS和 SDBE已成为植物支链淀粉研究的重点。

2.1 淀粉分支酶

SBE有多种同工型，根据氨基酸的同源性可将它分为两种：A型和B型。SBE的催化作用具底物特异性，B型SBE(水稻、玉米和马铃薯的 SBEI)对转移较长分支的糖链催化活性高，以直链淀粉为底物时活性明显高于A型；A型SBE(水稻的SBEIIa和SBEIIb、玉米的SBEIIb及马铃薯的 SBEII)则相反，催化转移较短分支的糖链或以支链淀粉为底物时活性相对较高(Smith等，1997)。两者均可被磷酸盐激活。SBE特定结构域的分析结果表明，SBE的C-端可能决定对底物的专一性和催化活性，N-端决定转移的寡糖链的长度，这无疑向SBE的催化中心只位于酶中心的传统概念提出了挑战(Kuriki等，1997)。

对水稻ae突变体的生化分析显示，由于 SBEIIb基因的突变，特异性地改变了胚乳支链淀粉的结构，聚合度(DP)=17的短链减少，尤其是 DP8～12的糖链。其它酶如SBEI、SBEIIa、 AGP、SDBE和蔗糖合酶活性均不变，因此， SBEIIa和SBEI不能替代SBEIIb的作用(Nishi等， 2001)。SBEIIa虽与SBEIIb活性相仿，占水稻胚乳总SBE活性的15％～20％，但突变体支链淀粉链长分布却不受影响。这并不意味着SBEIIa没有功能，事实上，以往研究结果表明，当其活性被抑制时，水稻叶鞘内支链淀粉短链(DP≤10)便显著减少，而SBEIlb在叶鞘里是不表达的，玉米叶片中也是如此(Blauth等，2001)。所以SBEIIa很可能在同化器官支链淀粉短链合成中发挥独特功能。水稻sbe1在发育种子中特异性表达，种子发育中期表达量最高，表达模式与waxy基因完全一敛(Kawasaki等，1993)，玉米SBEIIa和SBEIIb基因的表达也受时空调节。

有关SBE基因的研究在玉米中较深入。通过一系列玉米的碱基缺失或替换sbe1突变体研究已鉴定出2个顺式作用元件：-314～-295和-284～ -255，玉米谷粒核蛋白与60 bp片段(含上述2个元件)相互作用。sbel5'侧翼区含3个G-盒和保守的启动子序列，其表达受细胞内蔗糖浓度的调控，-314～-145区起了重要作用。bZIP转录激活因子mEmBP-1的表达可使sbe1的启动子活性降低 5倍，-227～-220的G盒可能起到调控作用(Kim 和Guiltinan，1999)。小麦SBEI类基因约有lO个拷贝，大部分定位在第7号染色体，原位杂交结果揭示主效基因位于7D染色体的短臂末端(Rahman 等，1997)。虽然sbe1在水稻基因组是单拷贝，但以第2内含子作为探针的Southern分析却显示几条同源序列，因此推测该内含子和转运肽编码区可能来自基因组其它部分的复制和插入。水稻sbe2 与细菌的糖原分支酶基因同源，而与sbe1的序列差异极大(Kawasaki等，1993)。粗山羊草(小麦D基因组供体)的SBEI基因与水稻SBE基因十分相近(Rahman等，1997)，玉米和墨西哥类蜀黍的SBE也具高度同源性。

2.2 可溶性淀粉合酶

SSS主要分布在质体基质，催化支链淀粉 α-1,4-糖苷键的形成，它有多种同工型。SSSI被柠檬酸盐激活，加入糖原反应活性最大；SSSⅡ 不依赖柠檬酸盐，在支链淀粉存在的反应体系活性较高。不同植物组织中各同工型活性不同。豌豆胚中SSSⅡ是主要的SSS，60％的酶活性与它有关(Denyer和Smith，1992)；而在马铃薯块茎中SSSⅡ 在总活性中仅占15％，其余85％的活性依赖SSSⅢ (Marshall等，1996)。SSS各类同工型在支链淀粉合成中具有特定的功能。SSSI负责延伸A和B₁链，当达到不适于SSSI催化的临界链长时，转由其它 SSS继续延伸或由SBE产生分支(Commuri和 Keeling，2001)；SSSII为支链淀粉晶体构建所必需，它负责合成支链淀粉分支簇的主要成分——中等长度的葡聚糖链，对分支簇内短链(A和B₁链)延伸、B₂和B₃链合成起明显作用，促进晶体层的形成，影响淀粉的晶体模式(Craig等，1998)；SSSⅢ 与SSSⅡ相比，更倾向于合成长的B₁和B₂链 (DP=25～35)(Edwards等，1999)。只在一个分支簇内出现的B链称B₁链，连接2和3个分支簇的B 链分别称B₂和B₃链。

SSSI在不同植物中表达部位有所不同。马铃薯SSSI主要在叶片中表达，块茎中表达量较小 (Kossmann等，1999)，而小麦的SSSI在发育中早期麦粒的胚乳中特异表达(Li等，1999)，水稻的 SSSI则在叶片和未成熟种子中都有表达(Baba等， 1993)。已在水稻、小麦和大麦中相继得到SSSI 的基因组序列(Tanaka等，1995；Li等，1999； Gubler等，2000)，其中水稻和大麦基因组为单拷贝。水稻SSS1的外显子／内含子的组成与waxy基因不同，此二基因的进化属趋异进化。然而这两个基因在第6染色体上的位置十分靠近，遗传图距为5 cM(Tanaka等，1995)。SSSI在不同植物之间差异不大，因而表明在进化中较为保守。水稻 SSSI前体包括N-端113个氨基酸的转运肽，成熟蛋白与水稻颗粒结合型淀粉合酶(GBSS)、E.coli 糖原合酶的序列相似性较低，可是某些区域，如底物结合位点三者高度保守，均包含淀粉合酶和糖原合酶的ADP-葡萄糖结合位点保守序列——赖氨酸-X-甘氨酸-甘氨酸(Baba等，1993)。小麦SSSI- D1包含15个外显子和14个内含子，结构与水稻 SSS1相似，其编码的多肽与水稻和马铃薯的SSSI 同源性分别为8l％和61％(Li等，1999)。大麦SSSI 含14个内含子，内含子分布与小麦和水稻的SSSI 基因相似(Gubler等，2000)。

SSSⅡ在贮藏器官内以溶解态和结合态两种形式存在。小麦SSSⅡ在胚乳发育早期可溶，但在中后期专一地与淀粉粒结合(Li等，1999)；SSSII在豌豆胚中既呈溶解状态，又可与淀粉粒结合 (Edwards等，1996)。SSSII在不同植物中表达部位存在差异。在小麦叶片、小花和胚乳中均可检测到mRNA，其中叶片和发育中后期麦粒表达量较高(Li等，1999)；玉米SSSII在胚乳中特定时间表达，但在根叶中检测不到。SSSII基因在一些植物中已相继被定位和克隆。豌豆SSSII基因定位于 rug5位点，在一个突变系中该基因发生碱基置换，开放阅读框架(ORF)中引入了终止密码子 (Craig等，1998)。Li等(2003)最近利用FISH和PCR 将小麦SSSII基因定位在7号染色体短臂，与定位于6号染色体短臂的水稻SSSII基因具共线性。本实验室和中科院遗传和发育生物学研究所合作(高振宇等，2003)，采用图位克隆法从水稻基因组成功分离了控制稻米糊化温度(GT)基因ALK，分析得其编码SSSII的同工型酶。

SSSII基因在许多植物中同源性也较高。如玉米胚乳中存在SSSIIa和SSSIIb两种同工型酶，两者包含一个赖氨酸-X-甘氨酸-甘氨酸-亮氨酸 (KXGGL)共有序列，两者的基因与小麦、豌豆和马铃薯的SSS基因同源性较高(Fisher等，1996)。但此保守区在水稻的SSSII中并未发现，水稻SSSII 的糖基转移结构靠近蛋白质C-端。在对粗山羊草、大麦和拟南芥的SSSII基因作序列比对后发现，虽然内含子大小不一，内含子-外显子结构却具有保守性，说明在单子叶植物和双子叶植物分化之前淀粉合酶基因就已存在(Li等，2003)。 SSSII基因突变对其它淀粉合成酶可产生多效性。玉米突变体dull1(du1)的淀粉结构发生改变是由于缺失两种淀粉合成酶：SSSII和SBEIIa。研究表明SSSII N-端包含两个不同的重复区，其中一个重复区与SDBE的一保守区段相同，N-端的368 个氨基酸与SBEIIa特异结合。因此该基因突变可破坏由SSS、SBE和SDBE构成的酶复合体，进而影响淀粉的生物合成，即SBEIIa的减少是du1 突变体的次级效应(Gao等，1998)。

马铃薯SSSⅢ在叶片和块茎的不同发育阶段表达量基本不变(Abel等，1996)，小麦SSSⅢ mRNA在叶片、小花和发育中早期胚乳均可检测到(Li等，2000)。Abel等(1996)利用反义RNA技术转化马铃薯，使SSSⅢ减少，引起了淀粉结构的改变，淀粉粒形态发生巨大变化，共价结合的磷酸基增多。六倍体小麦胚乳SSS基因超过10 kb，由16个外显子组成，定位在小麦第1号染色体上。该基因编码的多肽N-端具有转运肽，C-端催化结构域中470个氨基酸组成特异性结构域，包括3个氨基酸重复类似区。转运肽和特异性结构域之间存在的重复区在小麦和玉米中序列和重复次数有所不同。该基因在双子叶植物中N-端缩短且不含重复区。拟南芥基因测序结果显示，拟南芥SSSⅢ基因除了N-端之外，外显子结构与小麦 SSSⅢ基因高度保守。说明单子叶植物和双子叶植物的SSSⅢ来源于同一原始基因(Li等，2000)。

2.3 淀粉脱支酶

长期以来一直认为SDBE只在淀粉彻底水解如种子萌发时起作用，然而最近的研究发现，淀粉SDBE的两种类型——异淀粉酶和R酶都参与了胚乳支链淀粉的合成，异淀粉酶催化支链淀粉和糖原分支的水解，但不作用于极限糊精；R酶主要作用于极限糊精。证据主要来自对玉米和水稻的sugary1突变体的研究(Rahman等，1998)，异淀粉酶在支链淀粉合成中起了主要作用，R酶只起某种程度的补偿作用(Kubo等，1999)。

水稻胚乳的SDBE控制分支α-葡聚糖的合成，即支链淀粉、sugary型支链淀粉和植物糖原 3条合成途径。水稻突变体sugary-1的SDBE缺陷导致高分支α-葡聚糖的合成，形成植物糖原和 sugary型支链淀粉，两者分别存在于水稻胚乳的内部和外部。对大量相近表型的等位基因突变体的分析显示，sugary型支链淀粉所含的DP＜12的短链较多，DP13～24的糖链比正常支链淀粉的糖链少，由于支链淀粉精细结构的改变，使淀粉的形态和理化特性受到影响。

异淀粉酶参与支链淀粉的合成。大麦突变体 Risφ17和Notch-2的谷粒积累糖原，与玉米和水稻的sugary突变体类似，胚乳中异淀粉酶活性也丧失(Burton等，2002)。转小麦异淀粉酶基因的水稻 sugary1突变体表型得以恢复，胚乳中植物糖原为支链淀粉所取代，甜胚乳转变为正常胚乳。正常胚乳的异淀粉酶不但阻止糖原合成，而且决定了淀粉粒的形式，因为支链链长的分布与淀粉粒大小具相关性。玉米纯合sugary1突变体胚乳中积累植物糖原，基因产物SUI为79 kD蛋白质，其序列与SDBE相似，可水解分支多糖的α-1,6-糖苷键，从其对底物的专一性表明它属于异淀粉酶 (Rahman等，1998)。为进一步了解异淀粉酶(EC3. 2.1.68)在支链淀粉合成中的作用，科学家研究了小麦异淀粉酶的组织特异性分布和亚细胞定位 (Genschel等，2002)，发现其转录本在生殖器官和营养器官中均可检测到，在发育麦粒中水平最高，且绝大部分以溶解状态存在，极少量与淀粉粒结合。绿色组织中异淀粉酶的存在说明它也参与叶片淀粉的合成。

2.4 植物支链淀粉合成模型

Ball等(1996)首先提出了支链淀粉形成的 “修剪模型”：SDBE对分支进行“修剪”，使之能被有序地组织而形成支链淀粉晶体结构。 Nakamura(2002)利用影响单价水稻突变体和转基因系研究了单个淀粉合成酶同工型在水稻胚乳支链淀粉的微细结构形成中的作用，提出了新的水稻胚乳支链淀粉合成模型——两步分支和分支清除模型(图1)。主要内容如下：

当前一分支簇内糖链延伸至另一分支簇长度时，B₂或更长链上由SBE催化产生新链。SBEI 在催化分支反应中起主要作用，SBEIIa和SBEIIb 也具一定的功能。大多数分支产生于无定形层，极少数远离该高度分支区，转移后的糖链由 SSSⅢ或SSSI和SSSIIa延伸。当达到最短分支链长(DP≌12)后，SBEIIb开始作用产生高度分支(与前高度分支区位置不同)。少数远离第二高度分支区的散在分支被SDBE高效水解。SSSIIa在延伸新形成的短链中起主要作用，而SSSI部分参与短链延伸，从而形成了新的分支簇。

在整个支链淀粉合成的进程中，SDBE在修整分支簇形态中起关键作用，其中错误分支的清除时机十分重要。因为一旦分支簇形成，错误分支便很难除去，从而干扰了糖链的正常排列。异淀粉酶和R酶可有效作用于散布的分支，两者底物特异性对正确清除长度不同的短链十分有效。新分支簇形成过程中，相邻分支簇提供了部分分支，而供体分支簇不变形，从而使每一分支簇的糖链数目保持一致。这一模型为植物支链淀粉合成模型的建立提供了重要线索。

3 问题和展望

在基础研究方面，植物支链淀粉的合成还有一些亟待解决的问题。首先，分支簇结构的决定因子，包括每一分支簇支链数目的限定因子和分支簇分支链长的决定因子，目前还不清楚。当链长达到分支簇末端时，SSS活性下降，SBE作用增强是一种解释。其次，A链、B₁链、B₂链如何形成有待深入研究。链分支、延伸和脱支的酶反应机理以及歧化酶、磷酸化酶和淀粉酶又如何参与支链淀粉合成是较为复杂的问题，只负责合成直链淀粉的GBSS也部分参与支链淀粉合成 (Maddelein等，1994)。如衣藻的GBSS基因被破坏时，支链淀粉合成所需的长链无法生成，导致水溶性多糖成分的合成和一种新的结构介于糖原和支链淀粉间的高度分支粒状物的形成。随着植物功能基因组学、植物生物化学和生物信息学的发展，这些问题将会得到科学的解答。

应用方面，支链淀粉合成酶基因的研究有利于分子标记辅助育种(MAS)。Bao等(2002)对56 个糯稻组合的SSSI和SBE基因的微卫星多态研究显示，所有15个高GT组合都包含SBE-A等位基因，其中13个属于SSS-B类。这些微卫星标记可用于MAS筛选出符合需要的水稻品种和组合。

淀粉的数量和形式决定了产品的质量特性，如淀粉粒的均一性对于食品和非食品工业来说都具有重大的经济意义。淀粉合成生物技术的发展为淀粉结构组成的改造带来了希望，其中支链淀粉分支模式和支链长度是淀粉结构改造的主要方面，日前用自然突变体已取得了不小的进展。双突变体和突变体的杂交(交互突变体)可产生更多的突变体表型。如单个突变体(如sugary)可改进功能；双突变体(如wx/du)可产生新功能，但产量和发芽率较低；而交互突变体(如wxwx+/++ae)能产生新功能且使淀粉产量提高。

通过转基因技术获得的淀粉变异体的研究不仅对淀粉粒合成的了解起了不可估量的作用，而且为植物淀粉生物合成途径的遗传操作打下了基础。利用活体方法产生的新淀粉类型，收割后无需化学或酶法处理(如链淀粉分支点的去除、糖链的水解以及化学修饰)。因而，淀粉生物合成途径的改造是创造新特性、新应用淀粉的可能手段，如胶凝作用、热力学性质、热塑性等理化性质和生物降解性得到改善的淀粉以及具有新型糖苷键(α-1,2-糖苷键或α-1,3-糖苷键)的脂肪替代产品、阴离子淀粉等。中科院上海植物生理生态研究所已利用基因工程技术将反义Wx基因导入3个高直链淀粉含量的籼型杂交稻重点亲本，部分转基因水稻T₁和T₂代种子中的直链淀粉含量已有不同程度的下降，最低的己下降至7％左右，与未转化对照相比下降了18.39％(陈秀花等，2002)。相信不久的将来，以选择性地调节分支点的频度、支链链长分布、淀粉粒的大小为主要内容的支链淀粉结构组成的改造同样可以实现。

    注：
    （1）文章来源：植物生理与分子生物学学报，2004,30(5)：489-495；
    （2）作者单位：中国水稻研究所/水稻生物学国家重点实验室。
　

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